Рекомендации по определению минимальной остаточной болезни методом проточной цитометрии при остром В-лимфобластном лейкозе в условиях применения CD19-направленной терапии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

   Многоцветная проточная цитометрия широко используется в современной лабораторной практике для определения минимальной остаточной болезни (МОБ) у пациентов с острым лимфобластным лейкозом из В-клеточных предшественников (ВП-ОЛЛ). Активное внедрение в лечебную практику таргетных препаратов, приводя к частичной или полной потере CD19 на поверхности опухолевых клеток, существенно осложняет мониторинг МОБ. В данной работе представлен рекомендованный подход к поиску МОБ при ВП-ОЛЛ после таргетной  терапии. Данный подход учитывает возможную потерю основного таргетируемого антигена CD19, изменения в антигенном профиле опухоли и особенности нормальных клеточных популяций костного мозга при применении иммунотерапии. Разработанная панель антител и алгоритм анализа позволяют проводить мониторинг результатов терапии с высокой эффективностью, не уступающей значительно менее воспроизводимым и более дорогостоящим молекулярным методам.

Об авторах

Е. В. Михайлова

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России

Автор, ответственный за переписку.
Email: katmikhailova1805@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-3450-0498

Екатерина Валерьевна Михайлова, врач клинической лабораторной диагностики

лаборатория иммунофенотипирования гемобластозов

117997

ул. Саморы Машела, 1

Москва

Россия

О. И. Илларионова

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России

ORCID iD: 0000-0003-2685-674X

Москва

Россия

М. А. Масчан

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России

ORCID iD: 0000-0003-1735-0093

Москва

Россия

Г. А. Новичкова

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России

ORCID iD: 0000-0002-2322-5734

Москва

Россия

А. И. Карачунский

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России

Москва

Россия

А. М. Попов

ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России

ORCID iD: 0000-0002-0889-6986

Москва

Россия

Список литературы

  1. Di Giuseppe J. A., Wood B. L. Applications of Flow Cytometric Immunophenotyping in the Diagnosis and Posttreatment Monitoring of B and T Lymphoblastic Leukemia / Lymphoma. Cytometry B Clin Cytom 2019; 96 (4):256–65.
  2. Chen X., Wood B. L. How do we measure MRD in ALL and how should measurements affect decisions. Re: Treatment and prognosis? Best Pract Res Clin Haematol 2017; 30 (3): 237–48.
  3. Van Dongen J. J., van der Velden V. H., Bruggemann M., Orfao A. Minimal residual disease diagnostics in acute lymphoblastic leukemia: need for sensitive, fast, and standardized technologies. Blood 2015; 125 (26): 3 996–4009.
  4. Keeney M., Wood B. L., Hedley B. D., Di Giuseppe J. A., Stetler-Stevenson M., Paietta E., et al. A QA Program for MRD Testing Demonstrates That Systematic Education Can Reduce Discordance Among Experienced Interpreters. Cytometry B Clin Cytom 2018; 94 (2): 239–49. doi: 10.1002/cyto.b.21528
  5. Maurer-Granofszky M., Schumich A., Buldini B., Gaipa G., Kappelmayer J., Mejstrikova E., et al. An Extensive Quality Control and Quality Assurance (QC/QA) Program Significantly Improves Inter-Laboratory Concordance Rates of Flow-Cytometric Minimal Residual Disease Assessment in Acute Lymphoblastic Leukemia: An I-BFM-FLOW-Network Report. Cancers (Basel) 2021; 13 (23): 6148. doi: 10.3390/cancers13236148
  6. Theunissen P., Mejstrikova E., Sedek L., van der Sluijs-Gelling A. J., Gaipa G., Bartels M., et al. Standardized flow cytometry for highly sensitive MRD measurements in B-cell acute lymphoblastic leukemia. Blood 2017; 129 (3): 347–57.
  7. Dworzak M. N., Gaipa G., Ratei R., Veltroni M., Schumich A., Maglia O., et al. Standardization of flow cytometric minimal residual disease evaluation in acute lymphoblastic leukemia: Multicentric assessment is feasible. Cytometry B Clin Cytom 2008; 74 (6): 331–40.
  8. Borowitz M. J., Wood B. L., Keeney M., Hedley B. D. Measurable Residual Disease Detection in B-Acute Lymphoblastic Leukemia: The Children's Oncology Group (COG) Method. Curr Protoc 2022; 2 (3): e383.
  9. Попов A. М. Стандартизация определения минимальной остаточной болезни методом проточной цитометрии у детей с В-линейным острым лимфобластным лейкозом. Опыт работы российско-белорусской кооперативной группы / А. М. Попов [и др.] // Онкогематология. – 2016. – 11 (4): 64–73.
  10. Libert D., Yuan C. M., Masih K. E., Galera P., Salem D., Shalabi H., et al. Serial evaluation of CD19 surface expression in pediatric B-cell malignancies following CD19-targeted therapy. Leukemia 2020; 34 (11): 3064–9. doi: 10.1038/s41375-020-0760-x
  11. Mejstrikova E., Hrusak O., Borowitz M. J., Whitlock J. A., Brethon B., Trippett T. M., et al. CD19-negative relapse of pediatric B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia following blinatumomab treatment. Blood Cancer J 2017; 7 (12): 659.
  12. Mejstrikova E., Klinger M., Markovic A., Zugmaier G., Locatelli F. CD19 expression in pediatric patients with relapsed/refractory B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia pre- and post-treatment with blinatumomab. Pediatr Blood Cancer 2021; 68 (12): e29323.
  13. Mikhailova E., Gluhanyuk E., Illarionova O., Zerkalenkova E., Kashpor S., Miakova N., et al. Immunophenotypic changes of leukemic blasts in children with relapsed / refractory B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia, who have been treated with Blinatumomab. Haematologica 2021; 106 (7): 2009–12.
  14. Mikhailova E., Illarionova O., Shelikhova L., Zerkalenkova E., Molostova O., Olshanskaya Y., et al. Immunophenotypic changes in leukemic blasts in children with relapsed / refractory B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia after treatment with CD19-directed chimeric antigen receptor (CAR)-expressing T cells. Haematologica 2022; 107 (4): 970–4.
  15. Jacoby E., Nguyen S. M., Fountaine T. J., Welp K., Gryder B., Qin H., et al. CD19 CAR immune pressure induces B-precursor acute lymphoblastic leukaemia lineage switch exposing inherent leukaemic plasticity. Nat Commun 2016; 7: 12320.
  16. Gardner R., Wu D., Cherian S., Fang M., Hanafi L. A., Finney O., et al. Acquisition of a CD19-negative myeloid phenotype allows immune escape of MLL-rearranged B-ALL from CD19 CAR-T-cell therapy. Blood 2016; 12 7 (20): 2406–10.
  17. Oberley M. J., Gaynon P. S., Bhojwani D., Pulsipher M. A., Gardner R.A., Hiemenz M.C., et al. Myeloid lineage switch following chimeric antigen receptor T-cell therapy in a patient with TCF3-ZNF384 fusion-positive B-lymphoblastic leukemia. Pediatr Blood Cancer 2018; 65 (9): e27265
  18. Semchenkova A., Mikhailova E., Komkov A., Gaskova M., Abasov R., Matveev E., et al. Lineage Conversion in Pediatric B-Cell Precursor Acute Leukemia under Blinatumomab Therapy. Int J Mol Sci 2022 ;23 (7): 4019. doi: 10.3390/ijms23074019
  19. Mikhailova E., Itov A., Zerkalenkova E., Roumiantseva J., Olshanskaya Y., Karachunskiy A., et al. B-lineage antigens that are useful to substitute CD19 for minimal residual disease monitoring in B cell precursor acute lymphoblastic leukemia after CD19 targeting. Cytometry B Clin Cytom 2022; 102 (5): 353–9. doi: 10.1002/cyto.b.22088
  20. Cherian S., Miller V., McCullouch V., Dougherty K., Fromm J. R., Wood B. L. A novel flow cytometric assay for detection of residual disease in patients with B-lymphoblastic leukemia / lymphoma post anti-CD19 therapy. Cytometry B Clin Cytom 2018; 94 (1): 112–20.
  21. Cherian S., Stetler-Stevenson M. Flow Cytometric Monitoring for Residual Disease in B Lymphoblastic Leukemia Post T Cell Engaging Targeted Therapies. Curr Protoc Cytom 2018; 86 (1): e44.
  22. Mikhailova E., Illarionova O., Komkov A., Zerkalenkova E., Mamedov I., Shelikhova L., et al. Reliable Flow-Cytometric Approach for Minimal Residual Disease Monitoring in Patients with B-Cell Precursor Acute Lymphoblastic Leukemia after CD19-Targeted Therapy. Cancers (Basel) 2022; 14 (21): 5445. doi: 10.3390/cancers14215445.
  23. Bouriche L., Bernot D., Nivaggioni V., Arnoux I., Loosveld M. Detection of Minimal Residual Disease in B Cell Acute Lymphoblastic Leukemia Using an Eight-Color Tube with Dried Antibody Reagents. Cytometry B Clin Cytom 2019; 96 (2): 158–63.
  24. Попов А. М. Диагностическое иммунофенотипирование острых лейкозов. Рекомендации российско-белорусской кооперативной группы по диагностике острых лейкозов у детей / А. М. Попов [и др.] // Вопросы гематологии / онкологии и иммунопатологии в педиатрии. – 2023. – 22 (1): 165–77. doi: 10.24287/1726-1708-2023-22-1-165-177
  25. Chen M., Fu M., Wang A., Wu X., Zhen J., Gong M., et al. Cytoplasmic CD79a is a promising biomarker for B lymphoblastic leukemia follow up post CD19 CAR-T therapy. Leuk Lymphoma 2022; 63 (2): 426–34. doi: 10.1080/10428194.2021.1980214
  26. Chen X., Wood B. L. Monitoring minimal residual disease in acute leukemia: Technical challenges and interpretive complexities. Blood Rev 2017; 31 (2): 63–75.
  27. Mikhailova E., Semchenkova A., Illarionova O., Kashpor S., Brilliantova V., Zakharova E., et al. Relative expansion of CD19-negative very-early normal B-cell precursors in children with acute lymphoblastic leukaemia after CD19 targeting by blinatumomab and CAR-T cell therapy: implications for flow cytometric detection of minimal residual disease. Br J Haematol 2021; 193 (3): 602–12.
  28. Han K., Kim Y., Lee J., Lim J., Lee K. Y., Kang C. S., et al. Human basophils express CD22 without expression of CD19. Cytometry 1999; 37 (3): 178–83.
  29. Toba K., Hanawa H., Fuse I., Sakaue M., Watanabe K., Uesugi Y., et al. Difference in CD22 molecules in human B cells and basophils. Exp Hematol 2002; 30 (3): 205–11.
  30. Reineks E. Z., Osei E. S., Rosenberg A., Auletta J., Meyerson H. J. CD22 expression on blastic plasmacytoid dendritic cell neoplasms and reactivity of anti-CD22 antibodies to peripheral blood dendritic cells. Cytometry B Clin Cytom 2009; 76 (4): 237–48.
  31. Mikhailova E., Roumiantseva J., Illarionova O., Lagoyko S., Miakova N., Zerkalenkova E., et al. Strong expansion of normal CD19-negative B-cell precursors after the use of blinatumomab in the first-line therapy of acute lymphoblastic leukaemia in children. Br J Haematol 2022; 196 (1): e6–9.
  32. Semchenkova A., Zhogov V., Zakharova E., Mikhailova E., Illarionova O., Larin S., et al. Flow cell sorting followed by PCR-based clonality testing may assist in questionable diagnosis and monitoring of acute lymphoblastic leukemia. Int J Lab Hematol 2023.
  33. Semchenkova A., Brilliantova V., Shelikhova L., Zhogov V., Illarionova O., Mikhailova E., et al. Chimerism evaluation in measurable residual disease-suspected cells isolated by flow cell sorting as a reliable tool for measurable residual disease verification in acute leukemia patients after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. Cytometry B Clin Cytom 2020.
  34. Литвинов Д. В. Острый лимфобластный лейкоз с транслокацией t(17;19): надежда появилась! Описание случая мультимодальной иммунотерапии у ребенка 3 лет с рефрактерным течением заболевания / Д. В. Литвинов [и др.] // Вопросы гематологии / онкологии и иммунопатологии в педиатрии. – 2022. – 21 (3): 100–14. doi: 10.24287/1726-1708-2022-21-3-100-114
  35. Bhojwani D., Sposto R., Shah N. N., Rodriguez V., Yuan C., Stetler-Stevenson M., et al. Inotuzumab ozogamicin in pediatric patients with relapsed/refractory acute lymphoblastic leukemia. Leukemia 2019; 33 (4): 884–92.
  36. Shah N. N., Stevenson M. S., Yuan C. M., Richards K., Delbrook C., Kreitman R. J., et al. Characterization of CD22 expression in acute lymphoblastic leukemia. Pediatr Blood Cancer 2015; 62 (6): 964–9.
  37. Viardot A., Locatelli F., Stieglmaier J., Zaman F., Jabbour E. Concepts in immuno-oncology: tackling B cell malignancies with CD19-directed bispecific T cell engager therapies. Ann Hematol 2020; 99 (10): 2215–29.
  38. Pannu K. K., Joe E. T., Iyer S. B. Performance evaluation of QuantiBRITE phycoerythrin beads. Cytometry 2001; 45 (4): 250–8.
  39. Jasper G. A., Arun I., Venzon D., Kreitman R. J., Wayne A. S., Yuan C. M., et al. Variables affecting the quantitation of CD22 in neoplastic B cells. Cytometry B Clin Cytom 2011; 80 (2): 83–90.
  40. Popov A., Fominikh V., Mikhailova E., Shelikhova L., Tsaur G., Abugova Y., et al. Blinatumomab following haematopoietic stem cell transplantation – a novel approach for the treatment of acute lymphoblastic leukaemia in infants. Br J Haematol 2021; 194 (1): 174–8.
  41. Popov A., Tsaur G., Verzhbitskaya T., Riger T., Permikin Z., Demina A., et al. Comparison of minimal residual disease measurement by multicolour flow cytometry and PCR for fusion gene transcripts in infants with acute lymphoblastic leukaemia with KMT2A gene rearrangements. Br J Haematol 2021.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Михайлова Е.В., Илларионова О.И., Масчан М.А., Новичкова Г.А., Карачунский А.И., Попов А.М., 2025

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.